引言

在生物医学研究中，验证两个蛋白质是否存在相互作用（Protein-Protein Interaction, PPI），其核心目的已从单纯证明分子间的化学结合，转向验证互作的“空间有效性”。

细胞内的环境高度拥挤且严格区室化，共定位是蛋白功能性互作的必要条件。如果没有亚细胞层面的共定位，两个蛋白的结合往往仅是体外或异位环境下的假阳性，不具备真实的细胞生理意义。只有当互作蛋白处于同一或相邻的亚细胞位点（且在相同的时空窗口），其相互作用才可能行使真实的生理功能。

那么今天，丸子就带大家系统的梳理一下互作蛋白研究中传统和新兴的「亚细胞定位技术」，通过对比其核心应用场景、优势与局限，为精准开展PPI 研究提供学术参考，助力大家突破“空间有效性” 验证的核心瓶颈。

01 为什么要对互作蛋白进行亚细胞定位？

1. 筛选验证：排除体外筛选的“异位”假阳性

通过酵母双杂交、Co-IP 或 Pull-down 筛选出的候选互作蛋白，往往因过表达或裂解液环境产生非特异性结合。

●必要性：第一步必须验证共定位。

●判断标准：只有当候选蛋白与目标蛋白在细胞内精准共定位（如均位于线粒体内膜或质膜微区），才能证明其互作具有发生的空间可能性。若膜蛋白A 位于溶酶体，而候选互作蛋白 B 位于细胞核，可直接排除该互作的生理真实性 。

2. 内源水平验证：避免过表达导致的人为假象

外源蛋白的过表达常导致蛋白“溢出”到非生理位点（如胞质累积），产生虚假的互作信号。

●必要性：需通过免疫荧光（IF）或免疫组化检测内源性蛋白的定位。

●判断标准：若内源状态下二者无共定位，即使过表达条件下Co-IP 能拉到结合，也应判定为假阳性 。

3. 机制解析：锁定互作发生的功能微环境

蛋白的功能由“定位 + 互作对象”共同决定。同一蛋白在不同亚细胞位点往往介导完全不同的生理过程。

●必要性：精细定位能直接锁定功能场景。

●实例：某激酶在质膜与 GPCR 互作时介导信号传导，而在高尔基体与转运蛋白互作时调控膜泡分选。

●特殊情况：膜蛋白互作需定位到膜微区（如脂筏、线粒体嵴），而非宏观膜结构，才能解析其精细功能。

4. 动态互作捕捉：信号刺激下的时空重组

多数生理性互作是瞬时的，伴随着亚细胞位点的转移。

●必要性：需进行时间依赖性的动态定位分析。

●实例：生长因子刺激后，RTK 受体内吞至早期内体，其与下游信号蛋白的共定位也随之从质膜转移至内体膜。只有捕捉到这一“移位后结合”的过程，才能证明动态调控机制。

5. 复合物组装：验证亚基的空间协同

多蛋白复合物（如电子传递链、突触复合物）的功能依赖于在特定位点的有序组装。

●必要性：验证所有亚基的共定位是确认复合物完整性的前提。

●判断标准：若某关键亚基定位异常（如滞留在内质网未能运输至质膜），复合物无法组装，这往往是功能丧失的分子根源。

6. 互作类型区分：直接互作 vs 间接互作

空间分辨率能辅助判断互作的紧密程度。

●直接互作：需处于极近的空间距离（≤10-20 nm），即邻近标记或 FRET 的检测范围。

●间接互作：若仅能观察到宏观共定位（如均在胞质）但无近距离标记信号，大概率为通过第三方蛋白桥接。

7. 膜蛋白互作专属：同膜与近膜共定位验证

膜蛋白受脂质双分子层的物理限制，其互作具有严格的拓扑学约束。

●同膜共定位：互作伙伴必须位于同一膜结构（如均为质膜蛋白）。

●近膜共定位：若伙伴为可溶性蛋白，必须验证其被招募到了膜的近旁区域（如质膜胞质侧），才能证明是功能性结合而非随机碰撞。

8. 疾病机理：定位紊乱导致的互作异常

许多疾病（如神经退行性疾病、肿瘤）的根源在于蛋白亚细胞定位的改变，导致正常互作丧失。

●必要性：对比正常与疾病细胞的定位差异。

●实例：肿瘤细胞中，某抑癌受体因内吞异常被降解在溶酶体，导致其失去了在质膜与效应分子的共定位，从而丧失抑癌功能。

02 亚细胞定位的传统方法

传统方法主要依赖光学成像和生化分离，但它们在验证上述“空间有效性”时存在物理极限。

1. 融合荧光蛋白与免疫荧光

●原理：利用外源荧光标签（GFP/mCherry）或抗体标记蛋白，通过显微镜观察。

●局限性：

① 分辨率不足：光学衍射极限（~200 nm）远大于蛋白互作距离（<10 nm）。“共定位”只能证明两个蛋白在同一个大的区域，无法证明物理接触。

② 假阳性：过表达荧光蛋白易导致错误定位；IF 样品制备中的固定和透化步骤会破坏膜结构，丢失可溶性蛋白信息。

2. 亚细胞组分分离

●原理：通过离心将细胞拆分为不同细胞器组分（核、线粒体、胞质等）。

●局限性：

① 纯度与污染：无法获得绝对纯净的组分（如线粒体组分常混杂内质网膜），导致定位归属误判。

② 动态丢失：漫长的分离过程会导致弱互作或动态复合物解离（假阴性），无法捕捉瞬时共定位。

03 邻近标记（PL）技术的兴起

PL技术（如 TurboID, APEX2, BioID）通过在活细胞内利用酶促反应，将“空间位置”转化为“化学标签”。这种“原位化学捕获”策略，完美地解决了传统方法在定位精度和膜蛋白研究上的难题。

1. PL技术如何实现互作蛋白的亚细胞定位？

PL 技术并非直接“看”到蛋白的位置，而是通过“诱饵锚定 + 半径限制 + 身份鉴定”的逻辑来推导互作蛋白的精准定位：

●诱饵锚定：将 PL 酶（如 TurboID）融合到已知定位的“诱饵蛋白”上。例如，若诱饵是线粒体外膜蛋白，那么TurboID 就被锚定在了线粒体外膜上。

●半径限制：在活细胞中加入底物（生物素），TurboID 催化产生高活性的中间体（生物素-AMP）。由于中间体半衰期极短，其扩散距离被物理限制在10-20 nm 范围内。

●身份鉴定：只有在这个纳米级半径内的“猎物蛋白”会被共价标记上生物素。通过质谱鉴定出被标记的猎物，即可推导结论：该猎物蛋白必然处于诱饵所在的亚细胞位点，且二者距离<20 nm。

这种机制构建了一幅以诱饵为中心的“分子等高线图”，直接验证了互作的“空间有效性” 。

2. 膜蛋白互作定位的“杀手级”优势

相对于传统技术，PL 在膜蛋白（整合膜蛋白、受体、通道）研究中具有不可替代的四大优势：

▶ 解决“溶解性难题”：先标记，后变性

●传统痛点(Co-IP)：膜蛋白具有疏水性，Co-IP 必须使用温和去垢剂（如 Triton）来溶解膜。这往往导致两个极端后果：要么去垢剂太弱，膜蛋白未被提取（假阴性）；要么去垢剂破坏了维持复合物的脂质环境，导致互作解离（假阴性）；或者疏水性跨膜区暴露，吸附大量非特异性蛋白（假阳性）。

●PL 优势：标记在活细胞、天然膜环境中完成。互作信息一旦被转化为稳定的共价键（生物素-赖氨酸），后续裂解可以使用强变性条件（如含 SDS、8M 尿素的 RIPA Buffer）。

●结果：即使是最难溶的膜蛋白也能被完全溶解，且强变性条件消除了疏水性聚集带来的背景噪音，极大地提高了数据的信噪比。

▶精准解析膜拓扑结构

●传统痛点(IF)：免疫荧光需要透化细胞。很难精确控制透化程度来区分膜的胞内侧和胞外侧/腔室侧。

●PL 优势：细胞膜对 PL 产生的活性中间体（特别是 APEX2 产生的带电自由基）具有天然屏障作用。

●机制：若将 PL 酶融合在跨膜蛋白的胞质侧，它只能标记胞质侧的互作蛋白；若融合在腔室侧，则只能标记腔室内的蛋白。

●应用：研究者能极其精确地判断膜蛋白的 N/C 端朝向，并区分互作是发生在细胞内部信号通路，还是外部配体结合。

▶捕捉“膜旁瞬时招募”

●传统痛点(亚细胞组分分离)：许多信号蛋白（如激酶、GTPase）平时位于胞质，仅在信号刺激后短暂招募到膜受体上。在亚细胞分离漫长的离心过程中，这些弱结合蛋白极易脱落并回归胞质组分（假阴性）。

●PL 优势：“化学快照”。

●机制：APEX2（1分钟）或 TurboID（10分钟）能在活细胞受刺激的瞬间，将这些被短暂招募到膜表面（<10 nm）的可溶性蛋白“共价冻结”。

●结果：无论结合多么微弱或短暂，只要它们进入过膜蛋白的“射程”，就会被记录下来。这是解析动态膜信号复合物（如GPCR 下游信号）的可靠手段 。

▶解析膜接触位点与反式互作

●传统痛点：光学显微镜（200 nm）无法分辨两个细胞器是否真正接触，还是仅仅靠得近。

●PL 优势：利用 Split-TurboID（分裂酶） 技术。

●机制：将酶拆分为两部分，分别融合到两个不同膜结构的蛋白上（如 ER 蛋白和线粒体蛋白）。只有当两个膜结构发生物理接触（形成接触位点），酶重新组装并激活，仅标记接触面（<10 nm）内的蛋白。

●意义：这是目前验证细胞器间“反式互作”和解析膜接触位点组分的金标准，能精准定位到亚细胞器级别的微结构。

结语

对互作蛋白进行亚细胞定位，本质是从“空间维度”为蛋白互作赋予生理意义。传统的共定位技术虽然直观，但在分辨率和保真度上存在局限。

邻近标记技术凭借其纳米级的空间分辨率、对膜环境的原位保存以及对瞬时动态互作的捕捉能力，已成为验证互作蛋白“空间有效性”及解析复杂膜蛋白功能的新兴技术。

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▶ 精准筛选：基于定量差异、蛋白功能注释、互作网络核心节点等多维度分析，提供候选临近表达蛋白的清单；

▶ 原位精准表达：可选目标基因的原位标签表达，保留基因天然表达模式，提升研究科学性。

参考文献

1. Xiao H, Zou Y, Wang J, et al. A Review for Artificial Intelligence Based Protein Subcellular Localization. Biomolecules. 2024;14(4):409. Published 2024 Mar 27. doi:10.3390/biom14040409

2. Doyle LM, Wang MZ. Overview of Extracellular Vesicles, Their Origin, Composition, Purpose, and Methods for Exosome Isolation and Analysis. Cells. 2019;8(7):727. Published 2019 Jul 15. doi:10.3390/cells8070727

3. Kwak C, Shin S, Park JS, et al. Contact-ID, a tool for profiling organelle contact sites, reveals regulatory proteins of mitochondrial-associated membrane formation. Proc Natl Acad Sci U S A. 2020;117(22):12109-12120. doi:10.1073/pnas.1916584117

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5. Shin CJ, Wong S, Davis MJ, et al. Protein-protein interaction as a predictor of subcellular location. BMC Syst Biol. 2009;3:28. Published 2009 Feb 25. doi:10.1186/1752-0509-3-28